Настические, тургорные и нутационные движения растений

Настические ростовые движения (настии) вызываются факторами, действующими не односторонне, а равномерно на все растение. Они свойственны органам, имеющим двустороннее (дорзовентральное) строение, лепесткам, листьям и т. п.

Различают настии, вызываемые сменой дня и ночи. Цветки душистого табака, дурмана закрываются днем, а раскрываются ночью. Наоборот, цветки льна, вьюнка открываются утром и закрываются на ночь. Такие движения называются никтинастическими.

Другой тип настии — термонастии. Они наблюдаются при смене температуры. Если внести закрытые цветки тюльпанов, шафранов из холодного помещения в теплое, то они через некоторое время раскроются. Наконец, некоторые цветки, например, тюльпанов, раскрываются на свету и закрываются в пасмурную погоду или к вечеру. Аналогичное явление можно наблюдать на корзинках одуванчика. Такие настии называются фотонастиями.

Сейсмонастические движения вызываются прикосновением, встряхиванием, толчками. Классическим объектом для наблюдения подобных движений является стыдливая мимоза. Если прикоснуться к листу мимозы, то все ее листочки сложатся. При сотрясении растения все ее листья целиком опускаются. Прикосновение к основанию тычиночных нитей барбариса вызывает их изгиб и удар пыльника о рыльце.

Нутационные движения (нутации) отличаются ритмичностью. Они возникают в результате колебаний тургора, вызываемых изменениями в вязкости и проницаемости цитоплазмы. Таким образом, было выяснено, что рост стебля происходит толчками. Верхушка его растет не вертикально, а по спирали.

 

Вопросы для самоконтроля

1. Что такое рост и развитие растений?

2. Какие фазы при своем росте проходит клетка?

3. Какими свойствами обладают ауксины?

4. Каково основное действие гиббереллинов?

5.Охарактеризуйте действие ингибиторов роста.

6. Опишите действие внешних условий на рост растений.

7. Приведите примеры ростовых движений.

 

Рекомендуемая литература: [3], [4], [6], [11], [12], [13].

РАЗДЕЛ 2

ЛАБОРАТОРНЫЕ ЗАНЯТИЯ

Лабораторная работа № 1

Сравнение проницаемости мембран живых и мертвых клеток

Задание: выявить различия в проницаемости мембран живых и мертвых клеток и сделать вывод о причинах этих различий.

Материалы и оборудование: пробирки, штатив для пробирок, скальпель, спиртовка или газовая горелка, 30%-й раствор уксусной кислоты, корнеплод столовой свеклы.

Порядок работы

1. Корнеплод свеклы после удаления покровных тканей разрезают на кубики (сторона кубика 5 мм) и тщательно промывают водой, чтобы удалить пигмент, вышедший из поврежденных клеток.

2. По одному кусочку свеклу опускают в три пробирки. В первую и вторую наливают по 5 мл воды, в третью — 5 мл 30%-го раствора уксусной кислоты. Первую пробирку оставляют для контроля. Содержимое второй кипятят 2—3 минуты.

3. Ввакуолях клеток корнеплода столовой свеклы содержится бетацианин — пигмент, придающий ткани корнеплода окраску. Тонопласты живых клеток непроницаемы для молекул этого пигмента. После гибели клеток тонопласт теряет свойство полупроницаемости, становится проницаемым, молекулы пигмента выходят из клеток и окрашивают воду.

Во второй и третьей пробирках, где клетки были убиты кипячением или кислотой, вода окрашивается, а в первой пробирке остается неокрашенной.

4. Записать результаты наблюдений.

Лабораторная работа № 2

Тургор, плазмолиз и деплазмолиз

Задание: изучить под микроскопом явления тургора, плазмолиза и деплазмолиза в клетках эпидермы синего лука.

Материалы и оборудование: микроскопы, препаровальные принадлежности, спиртовки, синий лук, корни столовой свеклы, 30%-й раствор сахара, 5—8%-й раствор калийной селитры.

Порядок работы

1. Сделать плоскостной срез эпидермы синего лука, положить его на предметное стекло в каплю воды.

2. Закрыть каплю покровным стеклом и наблюдать за клетками в состоянии тургора в микроскоп.

3. Взять каплю 30%-го раствора сахара и поместить ее рядом с покровным стеклом.

4. Касаясь фильтровальной бумагой противоположного конца покровного стекла, произвести замену воды в препарате раствором сахара.

5. Снова провести наблюдение под микроскопом. Если плазмолиз еще не заметен, повторить замену воды раствором сахара.

Под микроскопом будет хорошо заметен плазмолиз в живых клетках эпидермы.

6. Провести опыт в обратном порядке, т. е. снова вернуть воду и пронаблюдать явление деплазмолиза.

7. Зарисовать клетки в состоянии тургора, плазмолиза и деплазмолиза.

8. Для доказательства того, что плазмолиз и деплазмолиз происходят только в живых клетках, параллельно провести такой опыт. Один из срезов эпидермы лука, помещенный в каплю воды, подержать над пламенем спиртовки, чтобы убить клетки. Затем нанести раствор сахара и посмотреть, происходит ли плазмолиз.

Описанный опыт позволяет познакомиться не только с процессами тургора, плазмолиза и деплазмолиза, но и с процессом поступления веществ в клетку (в данном случае молекул сахара из раствора).

При изучении явлений плазмолиза и деплазмолиза в клетках корня столовой свеклы порядок работы такой же, но вместо раствора сахара лучше использовать 5%-й раствор калийной селитры.

Лабораторная работа № 3