Глава 4. Обсуждение результатов

В настоящее время одной из наиболее актуальных проблем в современной медицине является профилактика и лечения психических заболеваний. Успешное решение данной проблемы возможно лишь в сочетании с изучением молекулярно-биохимических механизмов, лежащих в основе развития патологии нервной системы.

Известно, что развитие патологических процессов происходит в связи с нарушением процессов передачи информации между клетками [2, 4, 8, 40, 50], поэтому в психофармакологии используют препараты, действующие на медиаторные системы, в частности, галоперидол - антагонист дофаминергической и диазепам – агонист ГАМК-ергической систем [39, 163, 310]. Установлено при этом, что введение психолептиков существенно изменяет уровень ряда биологически активных пептидов [67, 95, 164, 193, 243, 228, 263, 324]. Однако механизмы взаимодействия медиаторных и пептидергических систем до сих пор остаются неизученными.

Содержание биологически активных пептидов зависит от активности ферментов, участвующих в их обмене [21, 30]. Изучение содержания уровня того или иного нейропептида в тканях не дает достаточно точных представлений о динамических процессах, происходящих в пептидергической системе при введении психолептиков. Более информативным является изучение процессов синтеза и утилизации нейропептидов [12, 21]. Поэтому изучение активности КП Н, ФМСФ-КП и КП М при воздействии галоперидола и диазепама представляет значительный интерес, как для уточнения биологической роли самих ферментов, так и для понимания роли регуляторных пептидов в механизмах действия психолептиков.

Максимальная активность КП Н обнаружена в отделах мозга и тканях с высоким уровнем нейропептидов, а именно, в гипофизе, где синтезируются пептидные гормоны, а также в гипоталамусе, четверохолмии, стриатуме - отделах лимбической системы, в которых обнаружено высокое содержание эндорфинов и вещества Р [55, 84, 201, 278, 279]. Низкая активность фермента выявлена в надпочечниках и гонадах. Полученные нами данные об уровне и распределении активности КП H в мозге и тканях крыс соответствуют литературным данным [137, 148, 149].

Региональное и тканевое распределение фермента соответствует литературным данным о содержании регуляторных пептидов в нервной системе [201], что хорошо согласуется с данными о вовлечении КП Н в процессинг нейропептидов [149, 175, 181, 247, 259, 282, 283].

Наибольшая активность ФМСФ-ингибируемой КП обнаружена в гипофизе и надпочечниках, т.е. в органах, связанных с образованием регуляторных пептидов и гормонов пептидной природы. Нужно отметить, что в гипофизе активность фермента значительно выше, чем в отделах центральной нервной системы. Поскольку в гипофизе синтезируются пептидные гормоны, то, не исключено, что ФМСФ-ингибируемая КП может участвовать в процессинге предшественников этих гормонов. Однако, в гипоталамусе и стриатуме, отделах мозга с наиболее высоким уровнем нейропептидов [201], активность ФМСФ-ингибируемой КП не высока.

Обнаружено, что в гипофизе активность КП Н существенно выше активности ФМСФ-ингибируемой КП, тогда как в надпочечниках, в которых синтезируются преимущественно энкефалины, наблюдается обратное соотношение. Возможно, это различие связано с различной субстратной специфичностью данных ферментов [9]. Так, в гипофизе синтезируются в основном пептидные гормоны, в проформах которых перед остатком основной аминокислоты находится остаток аминокислоты с коротким алифатическим радикалом (аланин, глицин) [55]. В надпочечниках же синтезируются преимущественно энкефалины, в которых предпоследними являются остатки лейцина и метионина [55]. Сопоставляя субстратную специфичность и аминокислотную последовательность регуляторных пептидов можно придти к выводу, что предпочтительным субстратом для КП Н будут предшественники пептидных гормонов, а для ФМСФ-ингибируемой КП предшественники лей- и мет-энкефалинов, с чем, возможно, и связан более высокий уровень активности ФМСФ-ингибируемой КП в надпочечниках.

Максимальный уровень активности КП М у интактных животных наблюдался в четверохолмии, больших полушариях, мозжечке и гипоталамусе. В этих отделах мозга синтезируется большое количество регуляторных пептидов, в обмене которых возможно принимает участие этот фермент.

Однократное введение физиологического раствора вызывало уменьшение активности КП Н в гипофизе через все исследуемые промежутки времени. Активность исследуемого фермента снижалась через 0,5 часа в гипоталамусе, стриатуме и мозжечке. Вероятно, это связано с особенностями воздействия внутрибрюшинной инъекции физраствора, при которой в организм поступает дополнительное количество жидкости. Понижение активности КП Н может способствовать ускорению высвобождения жидкости из организма благодаря уменьшению образования вазопрессина [41].

Инъекция физиологического раствора вызывала достоверное повышение активности ФМСФ-ингибируемой КП во всех изученных тканях и отделах мозга: в гипофизе – через 0,5, 24 и 72 часа; в четверохолмии, мозжечке, стриатуме, больших полушариях и гипоталамусе – через все исследуемые промежутки времени; в надпочечниках и гиппокампе – через 4, 24 и 72 часа; в семенниках – через 0,5, 4 и 72 часа после воздействия. Если рассматривать инъекцию физраствора как кратковременный стресс, то повышение активности ФМСФ-ингибируемой КП может быть связано с повышением уровня синтеза энкефалинов и эндорфинов при воздействии стресса [51].

Активность карбоксипептидазы М в гиппокампе повышалась через 0,5 и 72 часа после однократной инъекции физиологического раствора по сравнению с интактными животными. Активность фермента в гипоталамусе и мозжечке через 72 часа была выше, чем в норме. Поскольку в ответ на стрессовое воздействие в организме животных вырабатывается большое количество регуляторных пептидов [51], то не исключено, что повышение активности карбоксипептидазы М связано с ее участием в инактивации нейропептидов, синтезированных в ответ на данное воздействие. Введение физраствора приводило к снижению активности КП М в стриатуме через 24 часа после воздействия. Известно, что α-неоэндорфин, динорфин 1-13, широко представленные в стриатуме, в качестве С-концевой аминокислоты содержат лизин [55], следовательно, они могут выступать в качестве субстратов для КП М [118, 271, 301]. Выявленное уменьшение активности КП М, возможно, приводит к замедлению разрушения этих пептидов, обладающих способностью проявлять седативное действие [41, 55].

При хроническом введении физиологического раствора активность КП Н увеличивалась через сутки после воздействия в гипоталамусе, четверохолмии, мозжечке, стриатуме, надпочечниках и семенниках относительно интактных животных. Через трое суток после хронического воздействия наблюдалось понижение активности исследуемого фермента в гипоталамусе и повышение активности в мозжечке, гиппокампе и семенниках по сравнению с нормой.

Хроническое введение физраствора приводило к повышению активности ФМСФ-КП через сутки после воздействия в гипофизе, четверохолмии, мозжечке, гиппокампе, больших полушариях и семенниках. В стриатуме и надпочечниках через сутки после воздействия наблюдалось понижение активности фермента относительно интактных животных. Через трое суток после хронического введения физиологического раствора наблюдалось повышение активности ФМСФ-ингибируемой КП в гипофизе, мозжечке, стриатуме, гиппокампе и семенниках относительно интактных животных. В надпочечниках активность фермента понижалась по сравнению с нормой.

Повышение активности карбоксипептидазы М во всех исследуемых отделах мозга наблюдалось через 1 и 3 суток после хронического воздействия физиологического раствора. Через сутки после введения наибольшие изменения обнаружены в гиппокампе, четверохолмии, стриатуме и больших полушариях, а также в гипоталамусе и мозжечке по сравнению с интактными животными. Через трое суток после хронического введения физраствора обнаружено повышение активности КП М в гипоталамусе, четверохолмии, мозжечке, стриатуме, гиппокампе и больших полушариях по сравнению с интактной группой.

Таким образом, введение физиологического раствора в течение 10 дней можно рассматривать в качестве стресса для животных. В связи с этим обнаруженное изменение активности основных карбоксипептидаз согласуется с данными об участии исследуемых ферментов в ответе организма на стресс [5].

Изучение активности КП Н, ФМСФ-ингибируемой КП и КП М у самцов крыс при однократном введении диазепама показало, что активность ФМСФ-ингибируемой КП достоверно изменялась во всех исследуемых органах и тканях, в то время как активность КП Н не изменялась только в стриатуме. Изменения активности КП М были обнаружены в гипоталамусе, мозжечке, стриатуме и гиппокампе.

Введение диазепама приводило к значительному уменьшению активности КП Н в гипофизе через 24 и 72 часа, гипоталамусе через 4, 24 и 72часа и надпочечниках через 72 часа, что согласуется с представлениями о стресс-протективном действии диазепама [51] путем ингибирования гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы и уменьшения секреции и образования АКТГ при его введении [263, 290]. При этом необходимо отметить, что изменения в гипоталамусе наступали раньше, чем в гипофизе.

Инъекция диазепама понижала активность КП Н в четверохолмии, больших полушариях, мозжечке и гиппокампе через 4, 24 и 72 часа относительно соответствующих значений контроля. При этом наибольшие изменения зафиксированы в больших полушариях и гиппокампе (в 1,3-1,4 раза), в отделах с высоким содержанием холецистокининов и вовлекающихся в развитие эмоциональных реакций и невротических состояний [24]. На основе полученных данных можно предположить, что уменьшение уровня холецистокининов под действием бензодиазепинов [24] вызвано снижением активности КПН. Кроме того, по данным ряда ученых [126, 285] вещество Р вовлекается в модуляцию стресса и его уровень повышен у пациентов с депрессивными расстройствами. Понижение уровня этого пептида в гиппокампе при введении диазепама [95] можно быть связано с понижением активности КПН. В семенниках активность КП Н снижалась через 72 часа после инъекции диазепама. В половых железах самцов синтезируются энкефалины, холецистокинины и другие биологически активные пептиды [195, 260], в обмене которых участвует карбоксипептидаза Н, поэтому снижение активности фермента может влиять на уровень пептидов в семенниках.

Активность ФМСФ-ингибируемой КП после инъекции диазепама изменялась подобно активности КП Н: уменьшалась в гипофизе через 4 и 72 часа; в гипоталамусе, мозжечке, стриатуме и больших полушариях через 24 и 72часа; в гиппокампе, четверохолмии и надпочечниках через 4, 24 и 72 часа после воздействия. Обнаруженное нами снижение активности ФМСФ-ингибируемой КП позволяет предположить ее участие в обмене регуляторных пептидов при введении диазепама.

Имеются данные о понижении уровня мет-энкефалина в стриатуме при однократном введении диазепама [237]. В наших исследованиях изменения активности КП Н в этом отделе мозга не были обнаружены, но произошло понижение активности ФМСФ-ингибируемой КП. Отсюда можно предположить, что ФМСФ-ингибируемая КП участвует в обмене энкефалинов в стриатуме, предшественники которых являются более предпочтительными субстратами для ФМСФ-ингибируемой КП [9, 26].

Понижение активности фермента в семенниках через 0,5 и 72 часа после воздействия может быть связано с увеличением уровня тестостерона под действием диазепама [48, 123].

Активность карбоксипептидазы М снижалась в мозжечке через 72 часа после острого воздействия диазепама. В гипоталамусе через 4 часа после воздействия активность исследуемого фермента увеличивалась, а через 72 часа уменьшалась по сравнению с контрольными животными. Обнаруженное снижение активности фермента через 72 часа в мозжечке и гипоталамусе может быть обусловлено уменьшением числа активных молекул фермента. Снижение активности КП М в стриатуме наблюдалось через 4 часа и увеличение через 24 часа по отношению к контролю. В гиппокампе активность фермента была достоверно выше, чем у контрольной группы, через 4 часа после однократной инъекции диазепама. Таким образом, изменение активности КПМ обнаружено в тех отделах мозга, где эндогенный лиганд бензодиазепиновых рецепторов – ингибитор связывания диазепама (DBI) и бензодиазепиновые рецепторы присутствуют в высоких концентрациях [2, 113]. Известно, что на С-конце DBI и его производных присутствует лизин [112]. Учитывая специфичность действия КПМ, можно предположить, что фермент, локализованный на внешней стороне плазматической мембраны [118], участвует в инактивации эндозепинов путем отщепления лизина. DBI является анксиогенным пептидом, который повышает агрессивность животных [8, 118]. Обнаруженное увеличение активности КПМ может привести к снижению уровня этого пептида путем его инактивации. Следовательно, седативное действие диазепама может проявляться через увеличение уровня седативных пептидов и понижение уровня проконфликтных за счет действия КПМ.

Хроническое введение диазепама приводило к снижению активности КП Н и КП М и разнонаправленным изменениям ФМСФ-КП в изученных отделах мозга и периферических органах крыс.

Введение диазепама в течение 10 дней вызывало снижение активности КП Н в гипофизе, гипоталамусе, четверохолмии, мозжечке, стриатуме через сутки после воздействия. Наибольшее понижение активности фермента в этот период обнаружены в периферических тканях: в надпочечниках и семенниках относительно контрольной группы. Таким образом, хроническое введение диазепама приводило к таким же изменениям активности КП Н, как и при остром воздействии препарата. Диазепам, вводимый в течение 10 дней, вызывал ингибирование гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой и гипоталамо-гипофизарно-гонадной систем, а также отделов, отвечающих за двигательную активность животных. Через трое суток после хронического введения диазепама снижение активности КП Н обнаружено в отделах с высоким содержанием опиоидных пептидов: в гиппокампе и надпочечниках. Следовательно, хроническое введение диазепама вызывало наибольшие изменения активности карбоксипептидазы Н через сутки после воздействия.

Снижение активности ФМСФ-ингибируемой КП через сутки после хроническое введение диазепама наблюдалось в гипофизе, мозжечке, гиппокампе и больших полушариях по сравнению с контрольной группой. Активность фермента через сутки после воздействия повышалась в стриатуме, надпочечниках и семенниках.

Хроническое введение диазепама приводило к снижению активности ФМСФ-КП через трое суток после воздействия в гипофизе, мозжечке, стриатуме и гиппокампе относительно контрольных животных. Повышение активности фермента зафиксировано в гипоталамусе, четверохолмии и надпочечниках по сравнению с контролем.

Таким образом, в отличие от действия однократной инъекции диазепама хроническое введение препарата приводило к разнонаправленным изменениям активности ФМСФ-ингибируемой КП во всех исследуемых отделах мозга и тканях относительно контрольных животных. Кроме того, диазепам, вводимый в течение 10 дней, вызывал снижение активности КП Н и разнонаправленные изменения активности ФМСФ-КП. Возможно, что подобное отличие в изменении активности этих ферментов связано с разной ролью исследуемых карбоксипептидаз в различных отделах мозга и периферических органах, что согласуется с данными, полученными другими исследователями [26].

Хроническое введение диазепама вызывало снижение активности КП М во всех исследуемых отделах мозга через сутки после воздействия. Наибольшие изменения активности фермента зафиксированы в четверохолмии и стриатуме. Через трое суток после введения диазепама активность фермента снижалась только в мозжечке и стриатуме по сравнению с контрольными животными.

В ответ на хроническое введение диазепама из клетки секретируются как пептиды, так и ферменты их обмена. Возможно, что снижение активности карбоксипептидазы М через сутки после хронического воздействия может быть связано с уменьшением количества активных молекул фермента в связи с преобладанием процессов их деградации над синтезом. Через трое суток снижение активности КП М наблюдалось только в отделах с высоким содержанием регуляторных пептидов. Можно предположить, что для восстановления пептидергической системы мозжечка и стриатума необходим более длительный промежуток времени.

Суммируя все вышеизложенное можно предложить, что активация ГАМК-ергической системы при введении диазепама приводит к изменению уровня регуляторных пептидов путем изменения активности изученных карбоксипептидаз.

Однократное введение галоперидола вызывала понижение активности КП Н, повышение КП М и разнонаправленные изменения ФМСФ-ингибируемой КП.

Галоперидол в дозе 2 мг/кг вызывал достоверные изменения активности КП Н в отделах гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы. При этом повышение ферментативной активности в гипоталамусе наблюдалось уже через 0,5 часа, в гипофизе – через 0,5 и 4 часа, в надпочечниках – через 4 и 72 часа после инъекции. При введении галоперидола отмечалось повышение уровня ПОМК в промежуточной доле гипофиза [103] и усиление секреции гормонов гипофиза [50, 198, 273, 287]. Сопоставление этих данных с результатами нашей работы позволяет предположить, что КП Н участвует в реализации эффекта галоперидола.

В мозжечке активность фермента через 0,5 часа была выше, чем у контрольной группы. Известно, что при введении галоперидола крысы становятся вялыми, особенно в течение 30 минут после инъекции [36]. Этот эффект может быть вызван повышением скорости образования динорфина, обладающего седативным действием, при участии КП Н.

Достоверное снижение активности КП Н по отношению к контролю наблюдалось в семенниках через 24 и 72 часа после воздействия. Инъекция галоперидола вызывает повышение секреции гонадотропина [273, 276], влияющего на уровень половых стероидов, которые в свою очередь снижают активность карбоксипептидазы Н [47].

Активность ФМСФ-ингибируемой КП значительно повышалась в стриатуме через 0,5 часа после воздействия. Согласно данным ряда исследователей [211, 232, 261] однократная инъекция галоперидола приводит к увеличению уровня мет-энкефалина и нейротензина в стриатуме. Кроме того, уровень нейротензина у больных шизофренией уменьшен, но восстанавливается после лечения галоперидолом [59, 92, 292]. Поскольку изменение активности КПН в этом отделе мозга не обнаружены, то можно предположить, что в процессинг регуляторных пептидов, синтезируемых в стриатуме при введении галоперидола, вовлечена ФМСФ-ингибируемая КП. Однако через 4 и 24 часа после внутрибрюшинного введения галоперидола наблюдалось небольшое, но достоверное снижение активности фермента по отношению к контрольной группе животных, что, возможно, является результатом действия компенсаторных механизмов, направленных на нормализацию функционального состояния пептидергических систем стриатума. Повышение активности ФМСФ-ингибируемой КП через 0,5 часа и понижение через 4 и 72 часа наблюдалось в четверохолмии. Однонаправленные изменения (повышение активности фермента через 0,5 и понижение через 4 или 24 часа) наблюдались в эмоциогенных структурах: гиппокампе и больших полушариях. Известно, что при введении галоперидола в гиппокампе и больших полушариях повышается уровень холецистокинина и вещества Р [294, 334]. Не исключено, что ФМСФ-ингибируемая КП участвует в обмене этих пептидов. В отличие от КП Н активность ФМСФ-ингибируемой КП понижалась в гипофизе, гипоталамусе и мозжечке через 4 часа после воздействия. Отмеченное понижение активности ФМСФ-КП в отделах мозга через 4 и 24 часа после введения галоперидола может быть обусловлено уменьшением числа активных молекул фермента. Активность фермента через 0,5 часа после введения галоперидола повышалась в надпочечниках, а через 24 часа понизилась. В надпочечниках синтезируется большое количество мет-энкефалинов, предшественники которых являются более предпочтительными субстратами для ФМСФ-КП, поэтому можно предположить, что этот фермент вовлечен в обмен энкефалинов в надпочечниках.

Введение галоперидола увеличивало активность КП М в гипоталамусе через 4 и 24 часа после воздействия. В четверохолмии и гиппокампе через 4 часа после инъекции, в мозжечке – через 4 и 72 часа, а в больших полушариях – через 0,5 и 24 часа активность фермента была выше, чем у контроля. Увеличение активности фермента в стриатуме наблюдалось только через 24 часа после инъекции. Поскольку под влиянием галоперидола увеличивается уровень многих нейропептидов [69, 117, 129, 314], то не исключено, что повышение активности фермента связано с участием его в деградации большого количества нейропептидов, синтезированных в ответ на данное воздействие.

Таким образом, ингибирование дофаминергической системы галоперидолом вызывало повышение активности КП Н в гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой и гипоталамо-гипофизарно-гонадной системе и мозжечке. Активность ФМСФ-ингибируемой КП повышалась через 0,5 и понижалась через 4, 24 и 72 часа во всех тканях (искл. семенники). Повышение активности КП М наблюдалось во всех изученных отделах. Интересно отметить, что через 0,5 часа после инъекции галоперидола активность ферментов синтеза регуляторных пептидов (КП Н и ФМСФ-ингибируемой КП) увеличилась, а через 4 часа наблюдались разнонаправленные изменения активности изученных карбоксипептидаз. Это явление может быть следствием различия в субстратной специфичности КП Н и ФМСФ-ингибируемой КП [26].

Хроническое воздействие галоперидола вызывало снижение активности изучаемых ферментов через сутки после воздействия и разнонаправленные изменения через трое суток.

Также как и при однократном введении галоперидола хроническое воздействие вызывало снижение активности КП Н через сутки после воздействия, но данное изменение зафиксировано во всех исследованных отделах мозга и тканях за исключением больших полушарий. Через трое суток после хронического воздействия зафиксировано уменьшение активности КП Н в отделах мозга (четверохолмии и гиппокампе) и повышение в периферических тканях (надпочечниках и семенниках). Таким образом, хроническое введение галоперидола приводило к более выраженным изменениям активности фермента, которые сохранялись в течение трех суток в отделах с высоким содержанием регуляторных пептидов и дофаминовых рецепторов [70, 101].

В отличие от однократной инъекции галоперидола хроническое введение препарата вызывало снижение активности ФМСФ-ингибируемой КП через сутки после воздействия в гипофизе, четверохолмии, мозжечке, гиппокампе, больших полушариях и надпочечниках относительно контроля. Через трое суток после введения галоперидола активность фермента снижалась в гипофизе и стриатуме по сравнению с контрольной группой. Повышение активности ФМСФ-КП наблюдалось в гипоталамусе, четверохолмии, гиппокампе и надпочечниках относительно контроля через трое суток после воздействия. Таким образом, изменения ФМСФ-ингибируемой КП носили более продолжительный характер по сравнению с ФМСФ-ингибируемой КП. Следовательно, можно предположить, что ФМСФ-КП играет более важную роль в обеспечении долгосрочных эффектов галоперидола и его побочных действий.

Через сутки после хронического введения галоперидола активность карбоксипептидазы М снижалась в гиппокампе, больших полушариях и стриатуме относительно контроля. Хроническое введение галоперидола вызывало повышение активности фермента через трое суток после воздействия в четверохолмии, гипоталамусе, стриатуме и повышение в гиппокампе по сравнению с контролем.

Таким образом, хроническое введение галоперидола вызывало сходные изменения активности ФМСФ-ингибируемой КП, КП М и КП Н: снижение через сутки после воздействия и разнонаправленные изменения через трое суток. Можно предположить, что снижение активности ферментов через сутки после воздействия связано с уменьшением числа активных молекул. Через трое суток, то есть в период отмены препарата, происходит восстановление ферментативной системы и наблюдается повышение активности исследуемых карбоксипептидаз.

Для более полного понимания биологической роли ФМСФ-ингибируемой КП, которая является менее изученным ферментом по сравнению с карбоксипептидазами Н и М, был проведен корреляционный анализ (табл. 16-19).

Согласно данным корреляционного анализа при однократном введении диазепама наблюдалась достоверная положительная корреляция между ФМСФ-ингибируемой КП и КП М в гипоталамусе и четверохолмии, между КП Н и КП М в больших полушариях (табл. 16). Возможно, что изменение интенсивности синтеза нейропептидов под действием КП Н и ФМСФ-ингибируемой КП влечет за собой соответствующее изменение скорости их инактивации при участии КП М.

 

Таблица 16. Коэффициенты корреляции между активностью основных КП в тканях и отделах мозга самцов крыс при однократном введении диазепама (* - р<0,05, ** - р<0,01, *** - р<0,001).

	ФМСФ-КП и КП Н	ФМСФ-КП и КП М	КП Н и КП М
Гипофиз	0,14(25)
Гипоталамус	0,16(25)	0,56**(25)	0,13(25)
Четверохолмие	0,05(25)	0,72***(25)	0,15(25)
Мозжечок	0,14(25)	0,35(25)	0,20(25)
Стриатум	0,25(25)	0,16(25)	0,17(25)
Гиппокамп	0,26(30)	0,33(30)	-0,14(32)
Большие полушария	0,22(31)	0,34(33)	0,42*(31)
Надпочечники	-0,13(30)
Семенники	0,08(27)

 

Положительная корреляция активности ферментов при хроническом введении диазепама наблюдалась в большем количестве изучаемых отделов по сравнению с однократной инъекцией (табл. 17). Так, положительная корреляция между карбоксипептидазой Н и ФМСФ-ингибируемой КП наблюдалась в мозжечке, гиппокампе и семенниках; между ФМСФ-КП и КП М – в гипоталамусе, мозжечке, стриатуме; между КП Н и КП М – в четверохолмии и мозжечке.

В этих отделах обнаружена высокая концентрация эндозепинов [113]. Положительная корреляция изменения активности ферментов в данных отделах при введении диазепама может быть связана с их участием в обмене DBI и его производных, уровень которых изменяется при введении диазепама.

Корреляционный анализ активности ферментов при введении галоперидола показал статистически значимое сходство между КП Н, ФМСФ-ингибируемой КП и КП М (табл. 18) в гипоталамусе, мозжечке и больших полушариях. Возможно, однонаправленное действие данных ферментов в отделах, отвечающих за двигательную активность, вызывает изменение уровня регуляторных пептидов и нарушает выполнение двигательных программ при введении галоперидола.

 

Таблица 17. Коэффициенты корреляции между активностью основных КП в тканях и отделах мозга самцов крыс при хроническом введении диазепама (* - р<0,05, ** - р<0,01, *** - р<0,001).

	ФМСФ-КП и КП Н	ФМСФ-КП и КП М	КП Н и КП М
Гипофиз	0,37(19)
Гипоталамус	0,29(21)	0,65**(20)	0,28(20)
Четверохолмие	-0,11(21)	0,26(21)	0,50*(21)
Мозжечок	0,76***(21)	0,46*(20)	0,68***(20)
Стриатум	0,34(21)	0,49*(20)	-0,01(20)
Гиппокамп	0,52*(20)	0,20(20)	0,22(20)
Большие полушария	0,11(18)	0,21(19)	-0,42(18)
Надпочечники	-0,27(19)
Семенники	0,53*(15)

 

Таблица 18. Коэффициенты корреляции между активностью основных КП в тканях и отделах мозга самцов крыс при однократном введении галоперидола (* - р<0,05, ** - р<0,01, *** - р<0,001).

	ФМСФ-КП и КП Н	ФМСФ-КП и КП М	КП Н и КП М
Гипофиз	-0,21(24)
Гипоталамус	0,56**(29)	0,39**(28)	0,37(28)
Четверохолмие	0,19(29)	0,27(29)	0,30(30)
Мозжечок	0,52**(28)	0,66***(28)	0,38*(28)
Стриатум	0,12(29)	-0,05(28)	0,22(29)
Гиппокамп	0,33(29)	0,33(29)	0,33(29)
Большие полушария	0,38*(29)	0,49**(30)	0,38*(29)
Надпочечники	-0,09(25)
Семенники	0,38(25)

 

При хроническом введении галоперидола наблюдалась положительная корреляция между КП Н, КП М и ФМСФ-ингибируемой КП в мозжечке и стриатуме (табл. 19) – отделах с высоким содержанием регуляторных пептидов и дофаминовых рецепторов. В гипоталамусе, четверохолмии, мозжечке и стриатуме обнаружена корреляция между ФМСФ-КП и карбоксипептидазой М. Так как КП М участвует в деградации пептидов, то можно предположить, что ФМСФ-ингибируемая КП принимает участие в синтезе пептидов, секретируемых из клеток при введении галоперидола. Возможно, что нарушение деятельности пептидергической системы при хроническом введении галоперидола связано с однонаправленными изменениями активности изучаемых карбоксипептидаз.

 

Таблица 19. Коэффициенты корреляции между активностью основных КП в тканях и отделах мозга самцов крыс при хроническом введении галоперидола (* - р<0,05, ** - р<0,01, *** - р<0,001).

	ФМСФ-КП и КП Н	ФМСФ-КП и КП М	КП Н и КП М
Гипофиз	0,41(12)
Гипоталамус	0,05(13)	0,84**(11)	-0,15(14)
Четверохолмие	0,03(15)	0,59*(14)	-0,44(14)
Мозжечок	0,86***(15)	0,89***(14)	0,69**(15)
Стриатум	0,60*(15)	0,82***(15)	0,42(14)
Гиппокамп	-0,41(14)	0,49(12)	-0,14(13)
Большие полушария	0,07(14)	0,50(14)	-0,34(14)
Надпочечники	0,41(11)
Семенники	0,42(13)

 

Таким образом, введение психолептиков приводило к изменению активности ФМСФ-ингибируемой КП, КП Н и КП М в большинстве изученных органах и отделах мозга.

Известно, что карбоксипептидаза Н участвует в процессинге предшественников АКТГ, энкефалинов, холецистокинина, вещества Р, нейротензина и многих других биологически активных пептидов [103, 128, 147, 175]. Анализ аминокислотной последовательности данных пептидов и субстратной специфичности ФМСФ-ингибируемой КП позволяет предположить, что данная карбоксипептидаза наряду с КП Н может вовлекаться в процессинг предшественников этих регуляторных пептидов [26]. Карбоксипептидаза М, являясь мембраносвязанным эктоферментом, может принимать участие в инактивации биологически активных пептидов [118]. Таким образом, одним из механизмов изменения уровня биологически активных пептидов психолептиками может быть изменение активности ферментов их обмена – КП Н, ФМСФ-КП и КП М.

В последнее время широко обсуждаются вопросы участия нейропептидов в развитии эндогенных психических заболеваний [120, 173, 174]. Кроме того, биологически активные пептиды участвуют в процессах формирования памяти, оказывают седативное, анксиогенное, анальгетическое, гипотермическое и ряд других действий [41]. В связи с этим данные пептиды могут участвовать в проявлении основных и побочных действиях транквилизаторов и антипсихотиков. Хроническое введение обоих психолептиков приводило к более выраженным изменениям активности исследуемых карбоксипептидаз по сравнению с острым. В клинической практике при лечении психических заболеваний применяют длительную терапию психолептиками. Поэтому можно предположить, что только длительное воздействие психолептиков приводит к значительному изменению функционирования пептидергической системы мозга и реализации лечебного эффекта препаратов. Несмотря на различный механизм действия препаратов, наиболее сильное влияние обоих психолептиков на активность КП Н наблюдалось в железах (гипофизе, гипоталамусе, надпочечниках и семенниках), а ФМСФ-ингибируемой КП – в отделах мозга. Исходя из распределения исследуемых ферментов в тканях крыс, можно предположить, что в железах ведущую роль в обмене регуляторных пептидов играет КП Н, а в отделах мозга – ФМСФ-КП. При этом необходимо отметить, что изменения активности ФМСФ-КП и КП М наблюдались во всех исследуемых тканях при введении обоих психолептиков. Изменения активности КП Н при введении диазепама обнаружены в большем числе отделов по сравнению с галоперидолом. Другими словами, в региональном отношении отличия между диазепамом и галоперидолом наблюдались только для КП Н. Полученные результаты согласуются с представлениями об антистрессорном действии диазепама и вовлечении КП Н в развитие стрессорной реакции [5, 50].

Весьма важным является вопрос о механизмах изменения активности основных карбоксипептидаз под влиянием психолептиков. В структуре гена КП Н обнаружен целый ряд тканеспецифичных регуляторных участков, через которые осуществляется регуляция скорости транскрипции гена фермента [190, 191, 304]. В структуре генов различных ферментов обмена нейропептидов, обнаружены, например, участки связывания тиреоидных гормонов [304], стероидных гормонов [157], участки связывания цАМФ – внутриклеточного посредника, отвечающего за быстрое включение/выключение генов [324], участки связывания инициирующих и других регуляторных белков [190]. Возможно, что активность КП Н при введении психолептиков регулируется на уровне экспрессии гена. Подтверждением этого можно считать способность стероидов, таких как глюкокортикоиды, андрогены и прогестины, влиять на уровень экспрессии генов. Известно, что введение экзогенных глюкокортикоидов изменяет уровень адренокортикотропина, β-эндорфина, энкефалинов и других секретируемых пептидов гипофиза [275], в образовании которых участвует карбоксипептидаза Н [149, 175, 247]. Добавление глюкокортикоидов в культуру AtT-20 клеток гипофиза снижает уровень мРНК прокарбоксипептидазы Н [277]. Снижение активности фермента при введении дексаметазона и гидрокортизона in vivo происходит, по-видимому, за счёт снижения синтеза мРНК прокарбоксипептидазы Н, а не за счёт изменения активности уже существующих активных молекул фермента. Поскольку введение диазепама приводит к снижению уровня кортикостероидов [263], а синтез мРНК КПН может регулироваться стероидными гормонами, то можно предположить, что активность фермента регулируется на уровне экспрессии гена.

Аналогичные механизмы регуляции можно предположить для ФМСФ-КП и КП М.

Галоперидол может ингибировать обусловленную глюкокортикоидами транскрипцию генов. Этот эффект зависит от уменьшения притока Са²⁺ и/или ингибирования некоторых Са²⁺-зависимых ферментов, например, фосфолипазы С [75]. Поскольку синтез мРНК КПН может регулироваться глюкокортикоидами, то антипсихотические препараты могут ингибировать транскрипцию гена фермента.

Известно также, что изменение деятельности дофаминергической системы влияет на уровень G-белков в тканях крыс. Так, активация Д₂-рецепторов бромокриптином увеличивает уровень мРНК G_I- и G_O-белков и уменьшает уровень мРНК G_S-белка; блокада этих рецепторов галоперидолом приводит к обратному эффекту: увеличению G_S- и уменьшению G_I- и G_O-белков в промежуточной доле гипофиза [276]. Хроническое потребление галоперидола вызывает увеличение уровня G_S- и G_I-белков в гиппокампе и уменьшение G_O- и G_I-белков в стриатуме крыс [296].

Существуют данные о повышении концентрации каталитической субъединицы цАМФ-зависимой киназы в стриатуме мышей после однократной инъекции галоперидола [321]. Поэтому, не исключено, что во влиянии нейролептиков на активность исследуемых карбоксипептидаз могут быть задействованы цАМФ-зависимые механизмы.

Как уже было сказано, активация дофаминовой системы приводит к понижению внутриклеточного уровня Ca²⁺ [34, 317]. Ca²⁺ оказывает влияние на выброс содержимого секреторных везикул [80]. Ионы Ca²⁺ непосредственно не влияют на активность КП Н [123, 242], но в ее составе имеется участок для связывания данных ионов, которые способствуют агрегации КП Н и связыванию ее с мембраной [305]. Возможно, что биологическая роль растворимой и мембраносвязанной КП Н различна [14, 19]. Предполагают, что обе формы участвуют в процессинге, но мембраносвязанная, наряду с этим, способна принимать участие в сортировке пептидов [293]. Кроме того, имеются сведения о том, что активность прогормонконвертазы – фермента, участвующего в процессинге проКП Н, регулируется ионами Ca²⁺ [144]. Изложенное выше позволяет предположить, что воздействие галоперидола на активность КП Н может быть опосредовано изменениями внутриклеточной концентрации ионов Ca²⁺. Это может приводить как к изменению уровня активности фермента, так и к изменению соотношения растворимой и мембраносвязанной форм, что в свою очередь влияет на процессинг и сортировку биологически активных пептидов. Возможно, что аналогичный механизм будет действовать и в отношении ФМСФ-КП, так как для нее также обнаружена мембраносвязанная форма.

Кроме того, синтез мРНК КП Н и прогормонконвертаз стимулируется инсулином [146], фактором роста нервов [204]. Таким образом, активность КП Н может регулироваться на уровне экспрессии гена различными эндогенными веществами, содержание которых при введении психолептиков изменяется.

Диазепам и галоперидол непосредственно не влияют на активность исследуемых карбоксипептидаз, так как в проведенных нами опытах in vitro психолептики в концентрациях, соответствующих дозам при введении in vivo не влияли на активность КП Н, ФМСФ-КП и КП М.

Таким образом, вероятно, активность КП Н, ФМСФ-КП и КП М регулируется на уровне экспрессии гена. Однако наличие существенных изменений в активности изучаемых ферментов уже через 0,5 часа после воздействия указывает на возможность и других способов регуляции активности фермента: на уровне процессинга проформы ферментов, который осуществляется активируемыми ионами Са²⁺ эндопептидазами, а также регуляция активности зрелой формы фермента за счет конформационных изменений молекулы, и как следствие, изменение свойств активного центра фермента.

Таким образом, полученные нами данные свидетельствуют о том, что активность основных карбоксипептидаз регулируется психолептиками. Изменение активности КП Н, ФМСФ-КП и КП М может влиять на уровень регуляторных пептидов в мозге и плазме крови, а через них – на функционирование других систем организма и вовлекаться в механизмы основного и побочного действия психолептиков на организм.

ВЫВОДЫ

 

1. Изменение активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы М обнаружены во всех изученных органах и отделах мозга при введении галоперидола и диазепама. Активность карбоксипептидазы Н изменялась в большем числе отделов при введении диазепама, чем галоперидола. Хроническое воздействие приводило к более выраженным изменениям активности исследуемых карбоксипептидаз по сравнению с острым.

2. Наибольшие изменения активности карбоксипептидазы Н при введении психолептиков обнаружены в железах, ФМСФ-ингибируемой карбокси-пептидазы – в отделах мозга.

3. Однократное введение диазепама приводило к снижению активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы Н (за исключением стриатума) во всех изученных тканях. Разнонаправленные изменения активности карбоксипептидазы М после инъекции диазепама отмечены в гипоталамусе, стриатуме, мозжечке и гиппокампе.

4. Острое воздействие галоперидола повышало активность карбокси-пептидазы Н в гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системе и мозжечке и понижало в семенниках. Разнонаправленные изменения активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы после однократной инъекции галоперидола наблюдались во всех изученных тканях за исключением семенников. Введение галоперидола увеличивало активность карбоксипептидазы М во всех отделах мозга.

5. Хроническое введение диазепама приводило к снижению активности карбоксипептидазы Н (исключение: большие полушария) и карбокси-пептидазы М и разнонаправленным изменениям ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы во всех изученных тканях. Галоперидол вызывал снижение активности карбоксипептидазы Н, М и ФМСФ-ингибируемой карбокси-пептидазы через сутки после хроническое воздействия и разнонаправленные изменения через трое суток в изученных тканях.

6. Активность исследуемых карбоксипептидаз не изменялась in vitro при действии психолептиков.

7. Полученные в работе данные расширяют наши представления о роли пептидергических систем организма в механизмах действия психолептиков.

ЛИТЕРАТУРА

 

1. Андреева Ю.А., Кудрин В.С., Раевский К.С. Изучение влияния 17β-эстрадиола на эффекты галоперидола у крыс линии Вистар // Эксп. и клин. фарм. – 2002. – Т. 65, № 6. – С. 10-13.

2. Аничков С.В. Нейрофармакология: (Руководство) / АМН СССР. – Л.: Медицина, 1982. – 384 с.

3. Арашунян Э.Б., Щетинин Е.В. Стриатные дофаминергическин механизмы и специфическая активность антидепрессантов // Эксп. и клин. фарм. – 1994. – Т. 57, № 3. – С. 60-64.

4. Балашов А.М. Перспективы психофармакологии: научные разработки фармацевтических компаний (анализ открытых публикаций) // Психиатрия и психофармакотерапия. – 2005. – Т. 7, №1. – С. 35-36.

5. Бардинова Ж.С. Влияние стресса на активность карбоксипептидаз в тканях самок крыс на разных стадиях эстрального цикла: Автореф. дис. … канд. биол. наук. – СПб., 2004. – 20 с.

6. Беляев Н.А., Генгин М.Т., Годына С.В., Калихевич В.Н., Панченко Л.Ф. Активность энкефалинконвертазы в отделах мозга крыс при алкогольной интоксикации // Вопр. мед. химии. – 1988. – Т. 34, № 4. – С. 118-122.

7. Бондоренко Н.А. Избирательное влияние нейролептиков на дофаминзависимое нарушение поведения крыс в тесте экстраполяционного избавления // Бюл. экс. биол. - 1990. - № 11. – С. 506-508.

8. Вакулина О.П. Эндогенные пептидные лиганды бензодиазепиновых рецепторов // Успехи современной биологии. – 1992. – Т. 112, № 4. – С. 591-599.

9. Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Выделение, частичная очистка, характеристика и тканевое распределение фенилметилсульфонилфторид-ингибируемой карбоксипептидазы кошки // Биохимия. – 2003. – Т.68, вып 1. – С. 96-102.

10.Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Механизмы регуляции активности и биологическая роль карбоксипептидазы Н – фермента процессинга нейропептидов // Биохимия. – 1995. – Т. 60, № 12. – С. 1491-1497.

11.Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Основные (Отщепляющие остатки аргинина и лизина) металлокарбоксипептидазы тканей млекопитающих: структура, свойства и функции // Укр. биохим. журн. – 1998. – Т. 70, № 4. – С. 16-24.

12.Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Протеолитические ферменты: субклеточная локализация, свойства и роль в обмене нейропептидов // Биохимия. – 1996. – Т. 61, № 5. – С. 771-785.

13.Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Никишин Н.Н. Влияние этанола, диазепама и резерпина на активность ангиотензинпревращающего фермента и карбоксипептидазы N в норме и при стрессе // Вопр. мед. химии. – 1996. – Т. 42, № 2. – С. 127-130.

14.Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Никишин Н.Н. Множественность молеку-лярных форм растворимых карбоксипептидазо-В-подобных ферментов головного мозга кошки // Укр. биохим. журн. – 1993. – Т. 65, № 4. – С. 17-21.

15.Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Никишин Н.Н. Очистка и физико-химические свойства растворимой карбоксипептидазы Н из серого вещества головного мозга кошки // Биохимия. – 1992. – Т. 57, № 11. – С. 1712-1719.

16.Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Салдаев Д.А., Щетинина Н.В. Распределение активности фенилметилсульфонилфторидингибируемой карбоксипептидазы в нервной ткани котов // Нейрохимия – 1997. – Т. 14, № 4. – С. 423-425.

17.Вернигора А.Н., Мухина Е.С., Балыкова Н.В., Генгин М.Т. Влияние хронического потребления этанола на активность основных карбоксипептидаз в отделах мозга пренатально алкоголизированных крыс // Нейрохимия. – 2003. – Т. 20, № 1. – С. 56-59.

18.Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Генгин М.Т. Влияние внутрибрюшинного введения физиологического раствора на поведение крыс в тесте “открытое поле” и активность ферментов обмена нейропептидов // Физиол. журн. – 1995. – Т. 81, № 12. – С. 121-125.

19.Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Генгин М.Т. Влияние глюкокортикоидов на активность растворимой и мембраносвязанной форм карбоксипептидазы Н in vivo // Укр. биохим. журн. – 1995. – Т. 67, № 6. – С. 99-104.

20.Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Генгин М.Т. Влияние диазепама на активность карбоксипептидазы Н и ангиотензинпревращающего фермента в отделах мозга крыс с различной эмоциональностью в норме и при стрессе // Физиол. журн. им. Сеченова. – 1994. – Т. 80, № 12. – С. 108-113.

21.Вернигора А.Н, Никишин Н.Н, Генгин М.Т. Протеолитические ферменты и регуляция уровня активности нейропептидов // Биохимия. – 1995. – Т. 60, № 10. – С.1575-1579.

22.Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Генгин М.Т. Частичная характеристика фенилметилсульфонилфторидингибируемой карбокси-пептидазы из головного мозга кошки // Биохимия. – 1995. – Т. 60, № 11. – С. 1860-1866.

23.Вернигора А.Н., Щетинина Н.В., Генгин М.Т. Распределение активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы в тканях и отделах головного мозга ежа европейского (Erinaceus europaeus) // Укр. биохим. журн. – 1996. – Т. 68, № 5. – С. 118-121.

24.Воронина Т.А., Середенин С.Б. Перспективы поиска новых анксиолитиков // Эксп. и клин. фармакология – 2002. – Т. 65, № 5. – С. 4-17.

25.Генгин М.Т. Новая КП нервной ткани. Региональное распределение и некоторые физико-химические свойства // Нервная система. – Л. – ЛГУ. – 1991.- С. 29-30.

26.Генгин М.Т. Особенности структурно-функциональной организации и физико-химические свойства нелизосомальных пептидгидролаз мозга животных: Дис. … д-ра биол. наук. – М., 2002. – 330 с.

27.Генгин М.Т., Вернигора А.Н. Ферменты процессинга опиоидных пептидов и методы определения их активности // Укр. биохим. журн. – 1994. – Т.66. - №2. – С.3-17.

28.Генгин М.Т., Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Керимов В.Ю. Эффект эмоционального стресса на активность карбоксипептидазы Н в отделах головного мозга крыс с различной к нему устойчивостью // Вопр. мед. химии.– 1995.– Т.41, № 4.– С.8-9.

29.Генгин М.Т., Вернигора А.Н., Никишин Н.Н., Щетинина Н.В. Активность карбоксипептидазы N и ангиотензинпревращающего фермента в сыворотке крови крыс в норме и при эмоциональном стрессе // Укр. биохим. журн. – 1994. – Т. 66, № 2. – С. 139-142.

30.Гомазков О.А. Функциональная биохимия регуляторных пептидов. – М.: Наука, 1993. – 160с.

31.Гомазков О.А., Панфилов А.Д., Комиссарова Н.В., Ростовцев А.П. Влияние длительного потребления этанола на физиологическое состояние и изменения активности пептидаз мозга у мурицидных (агрессивных) крыс // Журн. высш. нервн. деят. – 1992. – Т. 42, № 4. – С. 771-778.

32.Гомазков О.А., Панфилов А.Д., Ростовцев А.П., Комиссарова Н.В., Фомин В.В., Григорьянц О.О. Регионарная активность энкефалин- и ангиотензин II-образующих пептидаз мозга у крыс с различным влечением к этанолу // Вопр. мед. химии. – 1991. – Т. 37, № 4. – С. 33-37.

33.Ерошенко Т.М. Физиологические свойства регуляторных пептидов // Итоги науки и техн. ВИНИТИ. Сер. физиол. чел. жив. – 1989. – № 51. – С. 1-164.

34.Ивков Н.Н. Изучение механизмов нейролептического действия производных фенотиазинового ряда: Автореф. дис. … д-ра мед. наук. – М., 1995.

35.Колосова Н.Г., Петракова Г.М. Влияние галоперидола на трансмембранный потенциал и вязкость липидов мембран тимоцитов // Эксп. и клин. фармакология. – 2001. – Т. 64, № 5. – С. 60-62.

36.Коста Е., Фратта В., Хонг Дж.С., Морони Ф., Янг Х.-Ю.Т. Взаимодействие между энкефалинэргическими и другими нейронными системами // Эндорфины / Коста Э., Трабукки М. – М.: Мир, 1981. – С.217-227.

37.Лакин Г.Ф. Биометрия. – М.: Высш. шк., 1990. – 352 с.

38.Малин Д.И. Побочное действие психотропных средств. – М.: Вузовская книга, 2000. – 208 с.

39.Машковский М.Д. Лекарственные средства: В 2 т. Т.1. – 14-е изд., перераб., испр. и доп. – М.: ООО «Издательство Новая волна»: Издатель С.Б. Дивов, 2002. – 540 с.

40.Механизм действия анксиолитических, противосудорожных и снотворных средств / Андронати С.А., Яворский А.С., Чепелов В.М. и др. – Киев: Наук. думка, 1988. – 256 с.

41.Нейрохимия / Под ред. Ашмарина И.П., Стукалова П.В. – М.: Изд-во Института биомед. химии РАМН, 1996. – 470 с.

42.Новицкий В.В., Рязанцева Н.В. Структурно-метаболитические особенности мембраны эритроцитов у больных параноидальной шизофренией в условиях психофармакотерапии // Эксп. и клин. фармакология. – 2002. – Т. 65, № 6. – С. 19-22.

43.Оболенская Н.Е. Некоторые особенности образования нейропептидов // Успехи совр. биол. – 1989. – Т. 108, № 3(5). – С. 337-341.

44.Позднев В.Ф., Варламов О.Л., Григорьянц О.О., Гомазков О.А. Новый флюорогенный субстрат карбоксипептидазы H – о-кумароил-фенилаланил-аланил-аргинин // Биоорган. химия. – 1994. – Т. 20, № 4. – С. 406-412.

45.Полтавченко Г.М. Влияние диазепама и ⁶N-циклогексиладенозина на уровень диазепамсвязывающего ингибитора в структурах гиппокампа на фоне иммобилизационного стресса // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. - 1990. – Т. 110, № 8. – С. 166-167.

46.Ростовцев А.П., Григорьянц О.О., Гомазков О.А. Субстраты для исследования энкефалинобразующей карбоксипептидазы в мозге и надпочечниках крысы // Вопр. мед. химии. – 1988. – Т. 34, № 1. – С. 126-129.

47.Салдаев Д.А. Активность основных карбоксипептидаз в тканях мышей при введении тестостерона и прогестерона: Автореф. дис. … канд. биол. наук – СПб., 2001. – 20 с.

48.Салиева Р.М., Яновский К., Ратсак Р. и др. Пептид, вызывающий дельта-сон, как фактор, повышающий содержание вещества Р в гипоталамусе и устойчивость крыс к эмоциональному стрессу // Ж. высш. нервн. деятельность. – 1991. – Т. 41, № 3. – С. 558- 563.

49.Сергеев П.В., Шимановский Н.Л. Рецепторы физиологически активных веществ. – М.: Медицина, 1987. – 400 с.

50.Середенин С.Б., Бледнов Ю.А. Влияние феназепама на содержание АКТГ в плазме крови инбредных мышей при стрессовых воздействиях // Бюлл. экспер. биол. и мед. – 1986. – Т. 102, № 12. – С. 724- 726.

51. Слепушкин В.Д., Золоев Г.К., Виноградов В.А., Титов М.И. Нейропептиды, их роль в физиологии и патологии / Томск.- Изд-во Томского ун-та. – 1988. – 143с.

52.Смулевич А.Б., Иванов С.В., Дробижев М.Ю. Бензодиазепины: история и современное состояние проблемы // Журнал неврологии и психиатрии. – 1998. № 8. – С. 4-13.

53.Щетинина Н.В., Вернигора А.Н., Генгин М.Т. Активность основных карбоксипептидаз у крыс разного пола // Укр. биохим. журн. – 1997. – Т. 70, № 3. – С. 110-113.

54.Щетинина Н.В., Вернигора А.Н., Генгин М.Т., Фирстова Н.В. Тканевое и региональное распределение активности фенилметилсульфонил-фторидинигибируемой карбоксипептидазы и других карбоксипептидаз у крыс // Укр. биохим. журн. – 1997. – Т. 70, № 3. – С. 23-28.

55.Физиологически активные пептиды. Справочное руководство. Сост. Гомазков О.А.- М.: ИПГМ.- 1995.- 143 с.

56.Янг Х.-Ю.Т., Хонг Дж.С., Фратта В., Коста Е. Энкефалины мозга крыс. Распределение и биосинтез // Эндорфины / Коста Э., Трабукки М. – М.: Мир, 1981. – С.155-164.

57.Abood M.E., Eberwine J.H., Erdelyi E., Evans C.J. Brain. Regulation of both preproenkephalin mRNA and its derived opioids by haloperidol—a method for measurement of peptides and mRNA in the same tissue extract // Res. Mol. Brain. Res. – 1990. – V. 8, № 3. – Р. 243-248.

58.Adams M.R., Brandon E.P., Chartoff E.H., Idzerda R.L., Dorsa D.M., McKnight G.S. Loss of haloperidol induced gene expression and catalepsy in protein kinase A-deficient mice // Neurobiology. – 1997. – V. 94. – Р. 12157-12161.

59.Adams M.R., Dobie D.J., Merchant K.M., Unis A., Dorsa D.M. EEDQ reduces the striatal neurotensin mRNA response to haloperidol // Peptides. – 1997. – V. 18, № 4. – Р. 527-535.

60.Alcalde L., Tonacchera M., Costagliola S., Jaraquemada D., Pujol Borrell R., Ludgate M. Cloning of candidate autoantigen carboxypeptidase H from a human islet library: sequence identity with human brain CPH // J. Autoimmunity. – 1996. – V. 9, № 4. – P. 525-528.

61.Alho H., Bovolin P., Jenkins D., Guidotti A., Costa E. Cellular and subcellular localization of an octadecaneuropeptide derived from diazepam binding inhibitor: immunohistochemical studies in the rat brain // J. Chem. Neuroanat. – 1989. – V. 2, № 6. – Р. 301-318.

62.Alho H., Fremeau R.T., Tiedge H., Wilcox J., Bovolin P., Brosius J., Roberts J.L., Costa E. Diazepam binding inhibitor gene expression: location in brain and peripheral tissues of rat // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1988. – V. 85, № 18. – Р. 7018-7022.

63.Alho H., Harjuntausta T., Schultz R., Peltohuikko M. Immunohistochemistry of Diazepam Binding Inhibitor (Dbi) in the Central-Nervous-System and Peripheral Organs - Its Possible Role as an Endogenous Regulator of Different Types of Benzodiazepine Receptors // Neuropharmacology. – 1991. – V. 30, № 12B. – Р. 1381-1382.

64.Andreassen O.A., Finsen B., Ostergaard K., Sorensen J.C., West M.J., Jorgensen H.A. The relationship between oral dyskinesias produced by long-term haloperidol treatment, the density of striatal preproenkephalin messenger RNA and enkephalin peptide, and the number of striatal neurons expressing preproenkephalin messenger RNA in rats // Neuroscience. – 1999. – V. 88, № 1. – Р. 27-35.

65.Andreassen O.A., Finsen B., Ostergaard K., West M.J., Jorgensen HA. Reduced number of striatal neurons expressing preprosomatostatin mRNA in rats with oral dyskinesias after long-term haloperidol administration // Neurosci. Lett. – 2000. – V. 279, № 1. – Р. 21-24.

66.Angulo J.A. Involvement of dopamine D1 and D2 receptors in the regulation of proenkephalin mRNA abundance in the striatum and accumbens of the rat brain // J. Neurochem. – 1992. – № 58. – Р. 1104-1109.

67.Angulo J.A., Christoph G.R., Manning R.W., Burkhart B.A., Davis L.G. Reduction of dopamine receptor activity differentially alters striatal neuropeptide mRNA levels // Adv. Exp. Med. Biol. – 1987. – № 221. – Р. 385-391.

68.Apiquian R., Fresan A., De La Fuente-Sandoval C., Ulloa R.E., Nicolini H. Survey on schizophrenia treatment in Mexico: perception and antipsychotic prescription patterns. // BMC Psychiatry. – 2004. – V. 4, № 1. – Р. 12.

69.Autelitano D.J., Clements J.A., Nikolaidis I., Canny B.J., Funder J.W. Concomitant dopaminergic and glucocorticoid control of pituitary proopiomelanocortin messenger ribonucleic acid and beta-endorphin levels // Endocrinology. – 1987. – V. 121, № 5. – Р. 1689-1696.

70.Autelitano D.J., Snyder L., Sealfon S.C., Roberts J.L. Dopamine D2-receptor messenger RNA is differentially regulated by dopaminergic agents in rat anterior and neurointermediate pituitary // Mol. Cell. Endocrinol. – 1989. – V. 67, № 1. – Р. 101-105.

71.Azaryan A.V., Hook V.Y.H. Distinct properties of prohormone thiol protease compared to cathepsin B, cathepsin L, and cathepsin H - evidence for Ptp as a novel cysteine protease // Arch. Biochem. Biophys. – 1994. – V. 314, № 1. – P. 171-177.

72.Ball J.A., Ghatei M.A., Sekiya K., Krausz T., Bloom S.R. Diazepam binding inhibitor-like immunoreactivity(51-70): distribution in human brain, spinal cord and peripheral tissues // Brain. Res. – 1989. – V. 479, № 2. – Р. 300-305.

73.Bannon M., Lee J.-M., Giraud P., Young A., Affolter H.-U., Bonner T. Dopamine antagonist haloperidol decreases substance P, substance K, and preprotachykinin mRNAs in rat striatonigral neurons // J. Biol. Chem. – 1986. – V. 261, № 15. – P. 6640-6642.

74.Barnard E.A., Skolnick P., Olsen R.W. Subtypes of gamma-aminobutyric acid (A) receptors: classification on the basis of subunit structure and receptor function // Pharmacological Reviews. – 1998. - № 50. – Р. 291-313.

75.Basta-Kaim A., Budziszewska B., Jaworska-Feil L., Tetich M., Leskiewicz M., Kubera M., Lason W. Chlorpromazine inhibits the glucocorticoid receptor-mediated gene transcription in a calcium-dependent manner // Neuropharmacology. – 2002. – V. 43, № 6. – Р. 1035-1043.

76.Beatty D.M., Morris S.J., Chronwall B.M. Heterogeneity in POMC expression among explanted melanotropes decreases with time in culture and bromocriptine treatment // Peptides. – 1998. – V. 19, № 4. – Р. 659-665.

77.Berkovich A., McPhie P., Campagnone M., Guidotti A., Hensley P. A natural processing product of rat diazepam binding inhibitor, triakontatetraneuropeptide (diazepam binding inhibitor 17-50) contains an alpha-helix, which allows discrimination between benzodiazepine binding site subtypes // Mol. Pharmacol. – 1990. – V. 37, № 2. – Р. 164-172.

78.Berrettini W.H., Rubinow D.R., Nurnberger J.I. Jr., Simmons-Alling S., Post R.M., Gershon E.S. CSF substance P immunoreactivity in affective disorders // Biol. Psychiatry. – 1985. – V. – 20, № 9. – Р. 965-970.

79.Binder E.B., Kinkead B., Owens M.J., Nemeroff1 C.B. Neurotensin and Dopamine Interactions // Pharmacological reviews. – 2001. – V. 53, № 4. – Р. 453-486.

80.Biologically active peptides: design, synthesis and utilization / W.V.Williams, D.B.Weiner, Eds. – Lancaster: Technomic, 1993. – 360 p.

81.Birch N.P., Rodriguez C., Dixon J.E., Mezey E. Distribution of carboxypeptidase H messenger RNA in rat brain using in situ hybridization histochemistry: implications for neuropeptide biosynthesis // Brain Res. Mol. Brain Res. – 1990. – V. 7, № 1. – P. 53-59.

82.Blanc D., Cupo A., Castanas E., Bourhim N., Giraud P., Bannon M.J., Eiden L.E. Influence of acute, subchronic and chronic treatment with neuroleptic (haloperidol) on enkephalins and their precursors in the striatum of rat brain // Neuropeptides. – 1985. – V. 5, № 4-6. – Р. 567-570.

83.Blasquez C., Jegou S., Feuilloley M., Rosier A., Vandesande F., Vaudry H. Visualization of gamma-aminobutyric acid A receptors on proopiomelanocortin-producing neurons in the rat hypothalamus // Endocrinology. – 1994. – V. 135, № 6. – Р. 2759-2764.

84.Blum A.I. Interactions of ligands with the opiate receptors of brain membrans regulations by ions and nucleotids // Proc. Nat. Acad. Sci. US. – 1978. – V.75. – P.1713-1717.

85.Bolden-Watson C., Watson M.A., Murray K.D., Isackson P.J., Richelson E. J. Haloperidol but not clozapine increases neurotensin receptor mRNA levels in rat substantia nigra // Neurochem. – 1993. – V. 61, № 3. – Р. 1141-1143.

86.Bondy C.A., Whitnall M.H., Brady L.S. Regulation of carboxypeptidase H gene expression in magnocellular neurons: response to osmotic stimulation // Mol. Endocrinol. – 1989. – V. 3, № 12. – P. 2086-2092.

87.Bormann J. Electrophysiological characterization of diazepam binding inhibitor (DBI) on GABAA receptors // Neuropharmacology. – 1991. – № 12B. – Р. 1387-1389.

88.Boudarine M., Yegorov O., Sterling-Dubrovsky A., Devi L.A., Berman Y. Developmental changes in opioid peptides and their receptors in Cpe(fat)/Cpe(fat) mice lacking peptide processing enzyme carboxypeptidase E // J. Pharmacol. Exp. Ther. – 2002. – V. 303, № 3. – Р. 1317-1324.

89.Bouras C., Schulz P., Constantinidis J., Tissot R. Differential effects of acute and chronic administration of haloperidol on substance P and enkephalins in diverse rat brain areas // Neuropsychobiology. – 1986. – V. 16, № 4. – Р. 169-174.

90.Bourgoin S., Artaud F., Cesselin F., Glowinski J., Hamon M. Local and remote effects of intra-caudate administration of GABA-related drugs on Met-enkephalin release in the basal ganglia // Brain. Res. – 1985. – V. 361, № 1-2. – Р. 361-372.

91.Bovolin P., Schlichting J., Miyata M., Ferrarese C., Guidotti A., Alho H. Distribution and characterization of diazepam binding inhibitor (DBI) in peripheral tissues of rat // Regul. Pept. – 1990. – V. 29, № 2-3. – Р. 267-281.

92.Breslin N.A., Suddath R.L., Bissette G., Nemeroff C.B., Lowrimore P., Weinberger D.R. CSF concentrations of neurotensin in schizophrenia: an investigation of clinical and biochemical correlates // Schizophr. Res. – 1994. – V. 12. – Р. 35-41.

93.Britton K.T., Akwa Y., Spina M.G., Koob G.F. Neuropeptide Y blocks anxiogenic-like behavioral action of corticotropin-releasing factor in an operant conflict test and elevated plus maze // Peptides. – 2000. – V. 21, № 1. – Р. 37-44.

94.Britton K.T., Southerland S. Naloxone blocks ‘anxiolytic’ effects of neuropeptide Y // Peptides. – 2001. – V. 22, № 4. – Р. 607-612.

95.Brodin E., Rosen A., Schott E., Brodin K. Effects of Sequential Removal of Rats from a Group Cage, and of Individual Housing of Rats, on Substance P, Cholecystokinin and Somatostatin Levels in the Periaqueductal Gray and Limbic Regions // NEUROPEPTIDES. – 1994. – V. 26, № 4. – Р. 253-260.

96.Burgi B., Lichtensteiger W., Schlumpf M. J Diazepam-binding inhibitor/acyl-CoA-binding protein mRNA and peripheral benzodiazepine receptor mRNA in endocrine and immune tissues after prenatal diazepam exposure of male and female rats // Endocrinol. – 2000. – V. 166, № 1. – Р. 163-171.

97.Caboche J., Vernier P., Rogard M., Besson M.J. Haloperidol increases PPE mRNA levels in the caudal part of the nucleus accumbens in the rat // Neuroreport. – 1993. – V. 4, № 5. – Р. 551-554.

98.Canonico P.L., Valdenegro C.A., Macleod R.M. The inhibition of phosphatidylinositol turnover: a possible postreceptor mechanism for the prolactin secretion-inhibiting effect of dopamine // Endocrinology. – 1983. – № 113. – Р. 7–14.

99.Carter R.B. Differentiating Analgesic and Non-Analgesic Drug Activities on Rat Hot Plate - Effect of Behavioral End-Point // PAIN. – 1991. – V. 47, № 2. – Р. 211-220.

100. Cavallaro S., Korneyev A., Guidotti A., Costa E. Diazepam binding inhibitor (DBI) – processing product, acting at the mitochondrial DBI receptor, mediate adrenocorticotropic hormone-induced steroidogenesis in rat adrenal gland // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. – 1992. – V. 89, № 22. – P. 10598-10602.

101. Cavallotti C., Frati A., Cavallotti D., Tranquilli Leali F.M. Dopaminergic receptors in rat dura mater: pharmacological characteristics // Clin. Exp. Phar