Токсического действия солей

В условиях солевого стресса токсическое действие ионов наблюдается при их накоплении в цитоплазме. У растений, различающихся по устойчивости к солям, эффективность механизмов, поддерживающих ионный гомеостаз, раз­лична. В норме концентрации Na⁺ и С1 в цитоплазме клеток гликофитов и галофитов поддерживаются приблизительно на одинаковом уровне. Этот уро­вень, как правило, не превышает нескольких ммоль/кг сырой биомассы. У гало-

фитов способность поддерживать такие низкие концентрации Na⁺ и С1 в ци­топлазме выработалась при росте на засоленных почвах. В отличие от галофитов гликофиты не в состоянии справиться с задачей поддержания низких концен­траций ионов в цитоплазме в условиях засоления. Способность солеустойчивых растений поддерживать при засолении цитоплазматические концентрации ионов на низком уровне подтверждается, в частности, высокой чувствительностью к Na⁺ и С1 биополимеров цитоплазмы их клеток. Показано, например, что in vitro гомологичные ферменты, выделенные из пресноводных и галотолерантных (со­леустойчивых) водорослей, а также их органеллы проявляют практически оди­наково высокую чувствительность к NaCl (рис. 8.14).

Рис. 8.14. Зависимости скорости выделения О₂ от концентрации NaCl у интактных кле­ток водорослей при фотосинтезе (А) и у выделенных из этих же водорослей хлоропластов в реакции Хилла (Б) (Ю.В.Балнокин, 1995).

Три вида водорослей различаются по солеустойчивости: 1 — пресноводная водоросль Chlorella pyrenoidosa; 2 — морская водоросль Dunaliella maritima; 3 — водоросль Dunaliella salina, обита­ющая в водоемах с предельно высокими концентрациями NaCl. При измерении скорости выде­ления О₂ клетки и выделенные из них хлоропласты были освещены светом насыщающей интен­сивности. Несмотря на резкие различия в солеустойчивости этих организмов, о чем свидетель­ствуют различия в оптимальных концентрациях NaCl для фотосинтеза интактных клеток, выделенные из них хлоропласты характеризуются одинаковой чувствительностью к соли

Стратегия избежания токсического действия солей, основанная на ионном гомеостатировании цитоплазмы, сформировалась на ранних этапах эволюци­онного развития органического мира. Из организмов, обитающих в наше вре­мя на засоленных субстратах, только у галофильных (солелюбивых) бактерий адаптация к токсическому действию солей строится не на основе регуляции цитоплазматических концентраций ионов, а на основе специфической струк­туры их белков, позволяющей белкам функционировать в микроокружении с высокой концентрацией Na⁺. Примером таких бактерий является Halobacterium halobium. Водорастворимые белки цитозоля, а также мембраносвязанные и рибосомальные белки клеток галофильных бактерий характеризуются повышен­ным содержанием дикарбоновых аминокислот (глутаминовой и аспарагиновой), вследствие чего изоэлектрические точки этих белков смещены в кислую область (рис. 8.15).

Рис. 8.15. Кислые белки галофильных бактерий.

Водорастворимые, мембраносвязанные и рибосомальные белки галобактерий характеризуются высоким содержанием дикарбоновых аминокислот. Для поддержания структуры таких белков необходимы высокие концентрации ионов Na⁺ или К⁺, нейтрализующих ионизованные карбо­ксильные группы

В нейтральной среде цитоплазмы кислые белки несут отри­цательные заряды, которые должны быть нейтрализованы катионами. Наличие ионов в высоких концентрациях в цитоплазме не только допустимо, но даже необходимо для таких белков. В противном случае за счет электростатического отталкивания неизбежна денатурация. В клетках галофильных бактерий сум­марная концентрация Na⁺ и К⁺ измеряется молями. По-видимому, столь высо­кие концентрации ионов в клетках галобактерий нужны также для стабилиза­ции гидрофобных взаимодействий в белках. Клетки всех прочих современных организмов, включая остальные прокариоты, клетки животных, растений и грибов, поддерживают низкие концентрации Na⁺ (и С1 ) в цитоплазме.

Поддержание цитоплазматических концентраций того или иного иона на определенном уровне основывается на балансе входящих и выходящих пото­ков этого иона. В частности, цитоплазматические концентрации Na⁺ определя­ются балансом скоростей пассивного поступления Na⁺ в цитоплазму и его ак­тивного выведения (экспорта) из цитоплазмы.

Для простоты рассмотрим сначала клетку без крупной центральной вакуо­ли (рис. 8.16, А).

Рис. 8.16. Потоки Na⁺ через плазмалемму и тонопласт у морских водорослей:

А — клетка морской микроводоросли, лишенная крупной центральной вакуоли. Ионы Na⁺ по­ступают пассивно из наружной среды в цитоплазму через ионные каналы плазмалеммы. Низкие концентрации Na⁺ в цитоплазме поддерживаются благодаря работе локализованного в ПМ Na⁺-насоса. Транспорт Na⁺ наружу происходит с затратой метаболической энергии; Б — клетка мор­ской водоросли с крупной центральной вакуолью. Ионы Na⁺ поступают пассивно в цитоплазму не только из наружной среды, но и из вакуоли. Активный транспорт Na⁺ осуществляется как в наружную среду, так и в вакуоль. Градиенты электрохимического потенциала Na⁺ формируются

на ПМ и тонопласте

Такое строение типично для меристематических клеток выс­ших растений, а также для многих морских и пресноводных одноклеточных водорослей. Наличием компартмента, образованного микровакуолями, можно пренебречь, так как они занимают незначительную часть клеточного объема. Поступающие в цитоплазму такой клетки ионы Na⁺ по градиенту электрохимического потенциала Δ т.е. пассивно, откачиваются обратно в окружаю­щий клетку раствор. Ионные насосы, экспортирующие Na⁺, локализованы в этом случае в ПМ.

Клетки высших растений (за исключением меристематических), много­клеточных морских водорослей (макрофитов) и некоторых одноклеточных водорослей имеют крупную центральную вакуоль. Помимо экспорта Na⁺ из цитоплазмы в наружную среду они могут осуществлять активный транспорт этого иона в вакуоль, что приводит к генерации Δ также и на тонопласте (рис. 8.16, Б). Необходимо отметить, что физиологическая роль Na⁺-нacoca тонопласта и осуществляемого им активного переноса Na⁺ в вакуоль не сводится к поддержанию низких концентраций Na⁺ в цитоплазме. Натриевый насос тонопласта обеспечивает также накопление Na⁺ в вакуоли, благодаря чему повы­шается осмотическое давление вакуолярного сока. Это в свою очередь вносит вклад в формирование градиента водного потенциала между окружающим клетку раствором и клеткой и обеспечивает таким образом ток воды, направленный внутрь клетки. Особенно ярко выражена двойная физиологическая роль актив­ного транспорта Na⁺ через тонопласт у соленакапливающих галофитов. При­мерами могут служить S. еиrораеа, сведа высокая (Suaeda altissima), К. prostrata и др. Этим растениям в условиях экстремально высоких концентраций Na⁺ в почвенном растворе приходится не только поддерживать цитоплазматичес-кие концентрации Na⁺ на нетоксическом уровне, но и решать задачу погло­щения корнями воды из почвенного раствора, водный потенциал которого за счет растворенных солей может достигать -5 МПа и меньше. Эти растения для поддержания водного потенциала в клетках на более низком уровне, чем в почвенном растворе, аккумулируют Na⁺ и С1 в вакуолях до концентраций

1,0-1,5 М.

8.3.3.1. Поступление Na⁺ и С1 в клетки корня из почвенного раствора

Ионы поступают в цитоплазму клеток эпидермиса и коры корня из почвен­ного раствора по градиенту электрохимического потенциала. Градиент элект­рохимического потенциала иона j выражается соотношением

Δ (8.1)

где R — газовая постоянная; Т— абсолютная температура; F— число Фарадея; — концентрация иона j в почвенном растворе; — концентрация иона j в цитоплазме; Z_j — элементарный заряд иона j; Е_M — трансмембранный элек­трический потенциал.

При высокой солености среды > , поэтому концентрационная со­ставляющая градиента электрохимического потенциала Na⁺ положительна, т. е. направлена из почвенного раствора в клетку. Член, отражающий электроста­тические взаимодействия, в уравнении (8.1) стоит со знаком «минус». Так как Е_M отрицателен («минус» внутри клетки) и равен +1, выражение

(- FE_M) в уравнении (8.1) также принимает положительное значение. Это означает, что и электрическая составляющая градиента Δ тоже является движущей силой переноса Na⁺ из среды в цитоплазму. При отсутствии засоления, когда концен­трация Na⁺ в почвенном растворе не превышает 1 мМ, в жидкой среде цито­плазмы она может достигать нескольких мМ, т.е.

< . Концентрацион­ный член в уравнении (8.1) в этом случае становится отрицательным, однако за счет электрической составляющей градиент электрохимического потенциа­ла Na⁺ в целом может оказаться положительным, означая, что и в отсутствие засоления Na⁺ будет пассивно поступать в клетки.

Ион хлора несет отрицательный заряд (z = -1), поэтому электрическая составляющая его электрохимического градиента Δ всегда направлена из клетки в среду. Другими словами, отрицательный внутри клетки Е_M создает препятствие для входа С1 в цитоплазму. Отсюда следует, что только концент­рационная составляющая электрохимического градиента С1 может обеспечить пассивное поступление С1 в клетки корня. Необходимые для этого условия создаются при засолении почвы хлористым натрием. При этом > и концентрационный член RTln положителен. Противодействие для входа С1 в клетки со стороны отрицательного внутри электрического потенциала в этих условиях ослабляется

NaCl-индуцированной деполяризацией плазмалеммы (ПМ).

Скорости поступления иона j (его потоки) в цитоплазму из наружной сре­ды и вакуоли (рис. 8.16, Б) прямо пропорциональны движущим силам (Δ ) и коэффициентам ионной проницаемости плазмалеммы и тонопласта (Р_j). Урав­нение (8.2), известное как уравнение потока Гольдмана, связывает поток иона j (J_j) через мембрану (количество иона j, переносимое через единицу площади мембраны в единицу времени) с концентрационной и электрической состав­ляющими Δ , а также с P_j:

где J — приток иона в клетки; J — его отток; их разность составляет суммар­ный поток J_j; P_j — коэффициент проницаемости мембраны для иона j.

Анализ уравнения (8.2) приводит к важному практическому выводу, что ионная проницаемость мембран в значительной мере определяет степень солеустойчивости растительного организма, поскольку концентрация того или иного иона в цитоплазме, а, следовательно, и сила его токсического действия в зна­чительной степени зависит от пассивного потока этого иона через мембрану из среды в клетку. Исследования транспорта Na⁺ через ПМ на модельной сис­теме одноклеточных микроводорослей, у которых механизмы регуляции цитоплазматических концентраций Na⁺ находятся в основном в ПМ, показали, что Р плазмалеммы тем ниже, чем выше концентрация NaCl в среде обита­ния, т.е. чем выше устойчивость организма к соли (табл. 8.1).

У Dunaliella salina, обитающей в водоемах с предельно высоким содержани­ем NaCl и способной осуществлять жизненный цикл даже в насыщенном ра­створе NaCl, Р на два порядка ниже, чем у пресноводной водоросли Chlorella pyrenoidosa и приближается к Р искусственных липидных пленок. При акклимации Ch. pyrenoidosa к среде, содержащей 340 мМ NaCl, Р ПМ снижался почти на порядок, свидетельствуя о том, что NaCl индуцирует перестройки в химическом составе и микроструктуре мембраны, направленные на ограниче­ние ионных потоков в цитоплазму при высокой солености среды.

Следует отметить, что ионная проницаемость плазматической мембраны и других мембран может быстро изменяться в ответ на изменение ионного со­става среды. Это связано с изменением активности ионных каналов. Измерения Р ПМ водорослей (табл. 8.1) были проведены при постоянных концентра­циях NaCl и других ионов в средах культивирования. Установленная на микро­водорослях закономерность, выражающаяся в обратной корреляции между ве­личиной Р и уровнем засоления среды обитания, не может быть безогово­рочно перенесена на высшие растения. Организация транспорта ионов в целом растении выдвигает в отношении ионной проницаемости мембран клеток раз­ных органов и тканей разные требования. Ответ на вопрос, как связана величи­на Р той или иной мембраны с солеустойчивостью растения, осложняется тем обстоятельством, что разные виды растений, даже близкие между собой по степени солеустойчивости, имеют свои особенности организации дальнего транспорта ионов.

Таблица 8.1. Коэффициент проницаемости плазматической мембраны для ионов Na⁺ (Р ) у различающихся по устойчивости к NaCl водорослей (Ю.В.Балнокин, 1995)

8.3.3.2. Транспортные белки плазматической мембраны, вовлеченные в перенос Na⁺ и Сl из наружной среды в цитоплазму

Na⁺ и другие ионы не проникают в клетки через липидный бислой мембра­ны. Вход ионов в клетки осуществляется через ионные каналы, а также с помо­щью переносчиков. Nа⁺-селективные каналы, подобные Na⁺-селективным ка­налам животных клеток, в растительных клетках не найдены. Применение элек­трофизиологических методов, и особенно метода регистрации токов одиноч­ных ионных каналов (patch clamp), в сочетании с молекулярно-биологическими подходами позволило обнаружить в ПМ клеток корней несколько белков, через которые Na⁺ входит в клетки, и в ряде случаев идентифицировать их на молекулярно-генетическом уровне. К таким белкам относятся К⁺-каналы плазмалеммы, обладающие низким сродством к ионам К⁺ (К_т в миллимолярном диапазоне концентраций К⁺), низкоселективные ионные каналы и высокоаф­финные переносчики К⁺ (К_т в микромолярном диапазоне концентраций). Ниже приведена более подробная информация об этих белках (рис. 8.17).

1. Входные (inward rectifying) К-каналы — активируются при гиперполяри­зации ПМ, т. е. при смещении Е_M к более отрицательным значениям. Они обна­руживают высокую K⁺/Na⁺ селективность при физиологических концентраци­ях К⁺ и Na⁺ в наружной среде, однако при высоких концентрациях солей на­трия в среде могут вносить существенный вклад в поглощение Na⁺ клетками. Такие каналы обнаружены во многих растениях, их транспортные свойства хорошо изучены электрофизиологическими методами. Из корней A. thaliana выделен ген входных К⁺-каналов — АКТ1.

2. Выходные ( outward rectifying) К⁺ -каналы — активируются в ответ на депо­ляризацию ПМ, т. е. при смещении Е_M к более положительным значениям. При деполяризации ПМ через выходные

К⁺-каналы может осуществляться диффу­зия К⁺ из цитоплазмы в наружную среду. Через эти же каналы Na⁺ может диф­фундировать из среды в цитоплазму. Несколько каналов этого типа было иден­тифицировано на молекулярно-генетическом уровне, например, КСО1 в клетках A. thaliana. Один из них, известный как NORC, обладает слабой избиратель­ной способностью по отношению к транспортируемым катионам и активиру­ется возрастающими концентрациями Са²⁺ в цитозоле.

3. Потенциалнезависимые катионные VIC (voltage-independent channel)-ка­налы — обладают относительно низкой K⁺/Na⁺ селективностью и, в отличие от потенциалзависимых входных и выходных К⁺-каналов, не изменяют ионной проводимости при изменении трансмембранного электрического потенциала.

4. Из высокоафинных К⁺-транспортирующих механизмов в поглощении Na⁺ принимает участие НКТ1-переносчик — К⁺,Nа⁺-симпортер. Этот транспорт­ный белок переносит два иона в одном направлении (симпорт). НКТ1 был выделен из корней пшеницы. Была показана тканcспецифическая экспрессия гена НКТ1 в клетках коры корня. Переносчики, подобные НКТ1, обнаружены также в A. thaliana и ячмене. Первоначально НКТ1 был описан как К⁺,Н⁺-симпортер, при участии которого корни осуществляют поглощение иона К⁺ из среды с его микромолярными концентрациями. Ионы калия при этом транс­портируются в клетки за счет градиента электрохимического потенциала Н⁺. Позже было показано, что при высокой солености среды для энергизации поглощения К⁺ вместо Δ используется Δ , и ионы К⁺ в этом случае по­глощаются клетками вместе с ионами Na⁺.

Исследования транспорта Na⁺ с помощью радиоактивного изотопа ²²Na⁺ и электрофизиологических методов показали, что из вышеперечисленных транс­портных белков ПМ наибольший вклад в поглощение Na⁺ клетками корней вносят VIC-каналы. Результаты этих экспериментов имеют важное практиче­ское значение, поскольку обнаруживают одну из потенциальных молекуляр­ных мишеней для манипуляций с геномом растений методами генетической инженерии в целях повышения солеустойчивости растений. VIC-каналы, од­нако, до настоящего времени не идентифицированы на молекулярно-генетическом уровне. Существенно, что Са²⁺, конкурируя за места связывания с Na⁺, блокирует VIC-каналы и ингибирует поглощение Na⁺ корнями. Это согласует­ся с известной способностью солей кальция повышать урожайность некоторых культур на засоленных почвах.

Поступление ионов С1 в клетки растений при высоких концентрациях NaCl в почвенном растворе происходит через анионные каналы ПМ по градиенту электрохимического потенциала (рис. 8.17; см. рис. 8.20). Когда наружная кон­центрация NaCl повышается, более быстрая диффузия в клетки Na⁺ по срав­нению с С1 приводит к диссипации Е_M на ПМ. Градиент электрохимического потенциала С1 смещается вследствие этого к более положительному значе­нию, способствуя пассивному входу С1 в клетки корня.

Рис. 8.17. Транспортные белки плазмалеммы (ПМ) через которые осуществляется

вход Na⁺ и С1 в клетки.

Различные К⁺-транспортирующие белки ПМ вовлечены в перенос Na⁺: входные К -каналы,

АКТ1; выходные К⁺-каналы, NORC; потенциалнезависимые VIC-каналы и К⁺,Na⁺-симпортер,

НКТ1. Вход С1 осуществляется через анионные каналы и Н⁺, С1 -симпортер, энергизуемый Δ ,

который генерируется Н⁺-АТФазой. Е_M — потенциал мембраны

Анионные каналы обнаружены в мембранах высших растений, водорослей и грибов. Методом регистрации токов одиночных ионных каналов в ПМ и тонопласте растительных клеток было выявлено несколько типов каналов с различной избирательностью по отношению к анионам, разными свойствами и кинетическими характеристиками. До настоящего времени твердо не уста­новлено, какой тип анионных каналов вовлечен в перенос С1 в клетки при почвенном засолении. В ПМ клеток корней пшеницы обнаружены анионные каналы, активирующиеся при деполяризации мембраны, а также в ответ на повышение концентрации Са²⁺ в цитоплазме и анионов в наружной среде. Та­кие условия возникают при увеличении наружной концентрации NaCl. Эти каналы относятся к группе так называемых «быстрых» анионных каналов, ха­рактеризующихся миллисекундной кинетикой транспорта С1 . Предполагает­ся, что именно через них С1 поступает в клетки корня при повышении кон­центрации соли в среде. На основании гомологии с С1 -каналами животных клеток некоторые анионные каналы идентифицированы на молекулярно-генетическом уровне, в частности CLC-Nt1 и CLC-Nt2 — в растениях табака,

AtCLC-a-d — у арабидопсиса, St-CLC — у картофеля. При этом, однако, лока­лизация, функциональные характеристики и физиологическая роль продуктов идентифицированных генов остаются нераскрытыми.

Через некоторое время после возрастания наружной концентрации соли и входа Na⁺ и С1 в клетки обмен веществ и ионный гомеостаз клеток перехо­дят в новое стационарное состояние. Считается, что после достижения ново­го стационарного состояния и реполяризации ПМ С1 транспортируется в клетки против градиента электрохимического потенциала с помощью

С1 , Н⁺-симпортера, который использует Δ как движущую силу для входа С1 в клетки.

8.3.3.3. Экспорт Na⁺ и Сl из цитоплазмы

Низкие концентрации Na⁺ и С1 в цитоплазме при высокой солености сре­ды поддерживаются не только за счет ограничения входных потоков этих ионов, но и благодаря их энергозависимому экспорту из цитоплазмы. Экспорт может осуществляться в двух направлениях: обратно через ПМ в экстрацеллюлярное пространство и в вакуоль через тонопласт. Ниже рассмотрены Na⁺ - и

С1 -экс­портирующие механизмы плазмалеммы и тонопласта.

Na⁺/H⁺-антипортер плазматической мембраны — представляет собой меха­низм ион-обменной диффузии, который осуществляет перенос Na⁺ из ци­топлазмы в наружную среду в обмен на Н⁺ (рис. 8.18). Экспорт Na⁺ происходит против градиента электрохимического потенциала этого иона за счет энергии Δ и является вторично активным видом транспорта. Генерация Δ осуще­ствляется Н⁺-АТФазой ПМ. На функциональном уровне Nа⁺/Н⁺-антипортер обнаружен в ПМ высших растений, водорослей и дрожжей. Недавно ген SOS1, кодирующий Na⁺/H⁺-aнтипортер ПМ, выделен из A. thaliana.

Первичный Na⁺-нacoc (Na-АТФаза). В плазматической мембране некоторых дрожжей и галотолерантных водорослей обнаружен первичный Na⁺-нacoc, ко­торый является

Na⁺-транспортирующей АТФазой (рис. 8.18).

Рис. 8.18. Экспорт Na⁺ из цитоплазмы в наружную среду.

Перенос Na⁺ в среду осуществляется Nа⁺/Н⁺-антипортером плазмалеммы (SOS1) против гради­ента электрохимического потенциала. Источником энергии для переноса Na⁺ является Δ , генерируемый Н⁺-АТФазой плазмалеммы (ПМ). В плазмалемме некоторых водорослей и грибов наряду с Na/Н⁺-антипортером и Н⁺-АТФазой функционирует первичный Na⁺-нacoc, которым является Nа⁺-транспортирующая АТФаза

Na⁺-АТФазы транс­портируют Na⁺ из цитоплазмы в наружную среду за счет энергии фосфатных связей АТФ. Эти ферменты относятся к семейству АТФаз Р-типа, образующих в каталитическом цикле фосфорилированный интермедиат. Na⁺-АТФаза из дрож­жей S. cerevisiae исследована на молекулярно-генетическом уровне. Экспрессия гена ENA1, кодирующего Na⁺-АТФазу из этого организма, существенно сти­мулирует экспорт Na⁺, а также Li⁺ из цитоплазмы и вносит заметный вклад в солеустойчивость этого организма. Nа⁺-АТФазы из галотолерантных водорос­лей подробно исследованы на функциональном уровне. Установлено, что Na⁺ -АТФаза Tetraselmis viridis осуществляет перенос Na⁺ в обмен на Н⁺, тогда как фермент из Heterosigma akashivo по своим свойствам близок Nа⁺,К⁺-АТФазе животных клеток. Подобного рода Nа⁺-транспортирующие АТФазы в клетках высших растений не обнаружены.

Na/H-антипортер тонопласта. Подобно тому, как Nа⁺/Н⁺-антипортер плаз­малеммы переносит Na⁺ из цитоплазмы в экстрацеллюлярное пространство, снижая цитоплазматические концентрации Na⁺, Na⁺/Н⁺-антипортер тонопла­ста переносит Na⁺ в вакуоль, выполняя ту же самую физиологическую функ­цию (рис. 8.19). Наряду с Nа⁺/Н⁺-антипортером тонопласта ключевым транспортным механизмом в этом процессе является локализованная в тонопласте Н⁺-АТФаза. Напомним, что последняя относится к АТФазам V-типа, ее функ­ция состоит в переносе Н⁺ из цитоплазмы в вакуоль и генерации таким обра­зом Δ на тонопласте. В генерации на тонопласте Δ принимает участие также Н⁺-транспортирующая пирофосфатаза этой мембраны.

Nа⁺/Н⁺-антипортер и Н⁺-АТФаза тонопласта играют чрезвычайно важную роль в солеустойчи-вости высших растений, так как образуют у них главную систему экспорта Na⁺ из цитоплазмы. Как детерминанты солеустойчивости они привлекают особое внимание исследователей. Использование молекулярно-биологических подхо­дов позволило идентифицировать ген

Nа⁺/Н⁺-антипортера тонопласта (AtNHX) в A. thaliana.

Рис. 8.19. Депонирование Na⁺ в вакуоли.

Транспорт Na⁺ в вакуоль осуществляется Nа⁺/Н⁺-антипортером тонопласта (NHX) против гра­диента электрохимического потенциала. Источником энергии для переноса Na⁺ является Δ , генерируемый Н⁺-АТФазой и Н⁺-пирофосфатазой (ФФ_Н) тонопласта (Т). Через катионные кана­лы тонопласта, характеризующиеся низкой избирательной способностью, происходит утечка Na⁺ из вакуоли в цитоплазму

Системы экспорта С1 , локализованные в плазматической мембране и тоно­пласте. При солевом стрессе поступающие в клетки корня ионы С1 , так же как ионы Na⁺, должны выводиться назад в экстрацеллюлярное пространство или депонироваться в вакуолях (рис. 8.20).

Рис. 8.20. Транспортные белки плазмалеммы и тонопласта, вовлеченные в поглощение

и экспорт С1 в клетках растений.

Перенос С1 через плазмалемму (ПМ) и тонопласт (Т) осуществляется через анионные каналы. Направление движения С1 (в цитоплазму или из цитоплазмы) определяется направлением гра­диентов электрохимических потенциалов С1 на этих мембранах. При солевом стрессе происхо­дит NaCl-индуцированная деполяризация ПМ. В этих условиях градиент электрохимического потенциала С1 (Δ ) на ПМ направлен из наружной среды в цитоплазму и С1 поступает в клетки. При отсутствии засоления С1 может поглощаться клеткой с помощью Н⁺, С1 -симпортера, использующего для этого Δ как движущую силу. Экспорт С1 из цитоплазмы через анионные каналы происходит при гиперполяризации ПМ и тонопласта. Гиперполяризация про­исходит при включении Н⁺-АТФаз ПМ и тонопласта, а также Н⁺-ФФ_назы тонопласта. При ги­перполяризации градиент электрохимического потенциала С1 на этих мембранах приобретает такое направление, что СГ транспортируется из цитоплазмы в наружную среду и вакуоль

Экспорт С1 из цитоплазмы через ПМ или тонопласт, как и его вход, происходит через анионные каналы. Направление движения ионов С1 (вход в цитоплазму или выход из нее) определяется направлением градиентов электрохимических потенциалов С1 на ПМ и тонопласте. В связи с этим Н⁺-АТФаза ПМ, Н⁺-АТФаза тонопласта и Н⁺-пирофосфатаза тонопласта — генераторы электрических потенциалов на этих мем­бранах (минус на цитоплазматической стороне для обеих мембран) — играют важнейшую роль в экспорте С1 из цитоплазмы. Включаясь, эти транспортные белки приводят к гиперполяризации ПМ и тонопласта и соответственно к изменению электрохимического градиента ионов С1 , так что последние транс­портируются из цитоплазмы наружу и в вакуоль. Предполагают, что анионные каналы, осуществляющие экспорт С1 , активируются в ответ на гиперполяри­зацию мембран. Эти анионные каналы до настоящего времени остаются неизу­ченными.

8.3.3,4. К⁺/Nа⁺-селективность — индикатор солеустойчивости растений

Калий как макроэлемент необходим для роста и развития всех растений. Напротив, натрий важен для сравнительно небольшого числа видов. Во всех живых клетках цитоплазматические концентрации К⁺ относительно велики, тогда как концентрации Na⁺ относительно низкие. У растений концентрации К⁺ в цитоплазме составляют от нескольких десятков до 200 ммоль/кг, тогда как концентрации Na⁺ не превышают нескольких ммоль/кг, а чаще составля­ют несколько сот мкмоль/кг. В почвенном растворе К⁺ и Na⁺ конкурируют за поглощение клетками корня. Эта конкуренция может иметь серьезные нега­тивные последствия для растений при засолении, когда концентрация Na⁺ в почвенном растворе существенно превышает концентрацию К⁺. В связи с этим способность клеток сохранять высокое отношение K⁺/Na⁺ в цитоплазме при высокой солености среды рассматривают как одно из свидетельств высокой солеустойчивости растения. Низкие концентрации Na⁺ и высокие концентрации К⁺ в животных клетках поддерживаются благодаря функции Na⁺, К⁺-АТФазы. В цитоплазме клеток растений преимущественное содержание К⁺ по сравне­нию с содержанием Na⁺ в нормальных условиях обусловлено, во-первых, ион­ной избирательностью транспортных систем ПМ, через которые К⁺ и Na⁺ про­никают в клетки, и, во-вторых, экспортом Na⁺ (но не К⁺) из цитоплазмы. При высокой солености среды сниженная активность ионных каналов и перенос­чиков, через которые Na⁺ поступает в клетки, и повышенная активность сис­тем, экспортирующих Na⁺, могли бы затормозить накопление Na⁺ в цитоплаз­ме и этим повысить K⁺/Na⁺ отношение. Активность и/или количество молекул этих белков в расчете на единицу площади мембраны определяют отношение K⁺/Na⁺ в цитоплазме.

Как отмечалось выше, VIC-каналы ПМ — главные «ворота» для входа Na⁺ в клетки корня при засолении, однако о регуляции активности VIC-каналов известно очень мало. Некоторая информация имеется по поводу регуляции ак­тивности систем, экспортирующих Na⁺ из цитоплазмы. Показано, что у A. thaliana экспрессия генов S0S1 и AtNHX, кодирующих Nа⁺/Н⁺-антипортеры ПМ и тонопласта соответственно, возрастает в ответ на внесение в почву NaCl. Мута­ции по S0S1 делали растения чувствительными к NaCl. Известно также, что

при действии на растение NaCl возрастает активность Н⁺-АТФаз ПМ и тонопласта. NaCl-индуцированная стимуляция активности АТФаз происходит за счет увеличения числа молекул фермента в мембранах.